UTILIZAÇÃO DO RESÍDUO SÓLIDO DE CULTIVO DE CAMARÃO EM SISTEMA DE BIOFLOCO PARA PRODUÇÃO DA MICROALGA Navicula sp.

 

Jéssika Lima de ABREU¹; Luis Otavio BRITO1; Laenne Barbara Silva de MORAES1; Débora Louise Barros SILVA1; Sílvia Mariana da Silva BARBOSA2; Alfredo Olivera GÁLVEZ1

 

RESUMO

O objetivo do trabalho foi avaliar o crescimento da microalga Navicula sp. utilizando resíduo sólido de um cultivo em sistema de bioflocos como meio de cultura em comparação ao meio Conway. Foram realizados dois experimentos, com e sem adição de metais traços, sendo que cada experimento teve cinco tratamentos com três repetições cada um: R0C100 (100% Conway); R25C75 (25% resíduo e 75% Conway); R50C50 (50% resíduo e 50% Conway), R75C25 (75% resíduo e 25% Conway) e R100C0 (100% resíduo). Os cultivos de alga foram realizados em erlenmeyers de 1 L durante 10 dias, com fotoperíodo integral e inóculo inicial de 5x104 cél. mL-1. Realizaram-se contagens diárias para acompanhamento da densidade celular máxima, tempo de duplicação e velocidade de crescimento. O pH e a temperatura foram mensurados no início e no final dos experimentos. Para as análises estatísticas, utilizaram-se os testes de Cochran, Shapiro Wilk, ANOVA e Tukey (P < 0,05). O pH e a temperatura mantiveram-se dentro dos padrões de cultivo nos dois experimentos. O meio de cultura com resíduo de cultivo de camarão em biofloco apresentou resultado semelhante ao do meio Conway e mostrou-se satisfatório para o desenvolvimento da microalga Navicula sp., ressaltando que a presença de metais traços favoreceu o crescimento da espécie.

Palavras-chave: tratamento de efluente; microalga; crescimento.

 

UTILIZATION OF SOLID RESIDUE FROM SHRIMP CULTURE BIOFLOC SYSTEM FOR MICROALGAE Navicula sp. PRODUCTION

 

ABSTRACT

The objective of this study was to evaluate the growth of microalgae Navicula sp. using solid residue from a biofloc cultivation system as culture medium compared to Conway medium. Two experiments were conducted with and without the addition of trace metals, in which each experiment had five treatments with three replicates each: R0C100 (100% Conway); R25C75 (25% residue and 75% Conway); R50C50 (50% residue and 50% Conway), R75C25 (75% residue and 25% Conway) e R100C0 (100% residue). The cultures were performed in Erlenmeyer flasks of 1 L for 10 days, with full photoperiod and initial innoculum of 5x104 cells. mL-1. Daily counts were carried out to monitor the maximum cell density, doubling time and growth rate. The pH and temperature were measured at the beginning and at the end of the experiments. For statistical analysis were used the Cochran, Shapiro Wilk, ANOVA and Tukey (P <0.05) tests. The pH and temperature remained within the cultivation patterns in the two experiments. The culture medium with shrimp culture biofloc residue had similar result to the Conway medium, and displayed satisfactory for the development of microalgae Navicula sp., highlighting that the presence of trace metals has encouraged the growth of the species.

Key words: wastewater treatment; microalgae; growth.

 

 Artigo Científico: Recebido em 11/04/2016 – Aprovado em 14/10/2016

1 Departamento de Pesca e Aquicultura, Universidade Federal Rural de Pernambuco - UFRPE, Dois irmãos, Recife, Pernambuco, CEP: 52171-900, Brasil. E-mail: jessik.labreu@gmail.com

2Centro de Tecnologia e Geociências, Universidade Federal de Pernambuco – UFPE, Cidade Universitária, Recife, Pernambuco, CEP: 50670-901, Brasil.  

 

 


INTRODUÇÃO

As microalgas são micro-organismos fotossintetizantes que têm apresentado grande potencial para minimizar problemas ambientais emergentes como efeito estufa e poluição através de águas residuais (RAWAT et al., 2011). Além disso, podem ser utilizadas na elaboração de cosméticos e produtos farmacêuticos e para fins alimentares (HARUN et al., 2010). A sua biomassa também é uma importante fonte de alimento para o cultivo de diversos organismos aquáticos, sobretudo em sistemas de larvicultura de camarões, moluscos e peixes marinhos (LAVENS et al., 1996).

Um dos principais entraves na produção comercial de microalgas é o uso de produtos químicos de alto valor na formulação dos meios de cultura convencionais (LAVENS et al., 1996). A utilização de meios de cultura com formulação baseada em resíduos diversos torna-se uma alternativa para reduzir os custos de produção, visto que, para o desenvolvimento celular, as microalgas utilizam compostos orgânicos, o que adicionalmente favorece o tratamento de resíduos através da redução de compostos como os de nitrogênio e fósforo, que estão presentes em altas concentrações nos efluentes (MIYAWAKI, 2014). Tais compostos são assimilados e convertidos em componentes celulares, como lipídeos e carboidratos (SUALI e SATABATLY, 2012).

Águas residuais ricas em compostos nitrogenados provenientes de sistemas tradicionais de aquicultura possuem grande potencial como meio de cultura para microalgas (CRAB et al., 2007; TERMINI et al., 2011; WEBB et al., 2012; ABDELAZIZ et al., 2014). Nos sistemas de biofloco, altas densidades de estocagem são utilizadas, promovendo maior produtividade por área ao final do ciclo (TAW, 2010; CRAB et al., 2012). Neste sistema de cultivo, pode-se reutilizar a água, reduzindo o risco de introdução de doenças (TACON et al., 2002; WASIELESKY et al., 2006; CRAB et al., 2012). Entretanto, devido às altas densidades de estocagem e redução da troca de água, ocorre o acúmulo de nutrientes, principalmente nitrogênio e fósforo, na água de cultivo (KRUMMENAUER et al., 2011).

De acordo SILVA et al. (2013), apenas 39,0% do nitrogênio e 35% do fósforo que entram no sistema via ração e fertilizante orgânico são convertidos em biomassa de camarões em sistema de biofloco. Portanto, altos níveis de lodo (COYLE et al., 2011), demanda química e bioquímica de oxigênio (SAMOCHA et al., 2007; MISHRA et al., 2008) e sólidos suspensos totais e voláteis (VINATEA et al., 2010) são observados em sistema intensivo sem troca de água.

A microalga do gênero Navicula é uma diatomácea bentônica amplamente utilizada na aquicultura, estando entre as principais algas utilizadas como alimento vivo (LOURENÇO, 2006). KHATOON et al. (2009) observaram altas taxas de proteína bruta, lipídios e carboidratos nessa microalga, quando cultivada em meio de cultura Conway. MARINHO et al. (2014) e BRITO et al. (2016) constataram que a microalga Navicula sp. adicionada ao sistema de biofloco proporciona um melhor desempenho zootécnico do camarão Litopenaeus vannamei. Entretanto não existem estudos sobre o emprego de resíduos sólidos do sistema de biofloco no crescimento desta microalga e sua possível utilização como alimento para pós-larvas de camarão.

Diante do exposto, objetivou-se utilizar o resíduo sólido produzido no sistema de cultivo de Litopenaeus vannamei em sistemas de biofloco como meio de cultura para a produção da microalga Navicula sp.

MATERIAL E MÉTODOS

Delineamento experimental

Dois experimentos foram realizados para avaliar o resultado da utilização de resíduos sólidos de um cultivo de L. vannamei em sistema de biofloco na produção de Navicula sp. O experimento 1 avaliou o meio de cultura de resíduo sólido (R) versus o meio Conway (C) na produção da alga, ambos com adição de metais traços, enquanto o experimento 2 avaliou os dois meios de cultura sem adição de metais traços.

Nos dois experimentos, o delineamento experimental foi inteiramente casualizado, com cinco tratamentos, incluindo um controle, com três repetições cada um, totalizando 15 unidades experimentais por experimento. Os tratamentos foram: R0C100 (meio Conway); R25C75 (25% meio de resíduo e 75% meio Conway); R50C50 (50% meio de resíduo e 50% meio Conway), R75C25 (75% meio de resíduo e 25% meio Conway) e R100C0 (meio de resíduo).

Obtenção, caracterização e secagem do resíduo sólido

Os resíduos sólidos foram provenientes de um tanque de cultivo de juvenis (aproximadamente 4,0 g) do camarão marinho L. vannamei em sistema de biofloco com 500 camarões m-2, tendo sido coletados no 42º dia de cultivo e com 206 mg L-1 de sólidos suspensos totais.

O efluente foi coletado em recipiente plástico com volume de 50 L. Após a coleta, a água foi submetida à sedimentação dos sólidos por 60 minutos (MAGNOTTI et al., 2016). O sobrenadante foi retirado, e o material precipitado foi colocado em estufa a 60 ºC para secagem, por 24 horas. Depois de seco, o resíduo foi macerado até se transformar em pó.

Amostras do resíduo sólido foram encaminhadas ao Laboratório de Saneamento Ambiental (LSA) do Departamento de Engenharia Civil da Universidade Federal de Pernambuco para determinação de nitrogênio total, enxofre e fósforo total de acordo com APHA (1995).

Preparação dos meios de cultura

Para a obtenção do meio de cultura de resíduo sólido compatível com o meio Conway (WALNE, 1974) em nível de concentração de macronutrientes (Tabela 1) foram realizados cálculos estequiométricos para determinar a quantidade total de nitrogênio e fósforo presente no meio Conway. Em seguida, fez-se uma relação a partir dos resultados obtidos na análise do resíduo, estimando, assim, a quantidade necessária (em grama) do mesmo para a preparação do meio.


 

Tabela 1. Composição de macronutrientes do meio Conway em 2 litros de água destilada.

Macronutriente

Quantidade (g)

EDTA

 90,00

H3BO3

 67,20

NaNO3

200,00

Na2HPO4

  40,00

MnCl

   0,72

FeCl2

  2,60

 


A partir de cálculos estequiométricos foi constatado que na formulação de 2 L de meio Conway há 32,94 g de nitrogênio e 8,73 g de fósforo, assim sendo, considerou-se que no resíduo sólido também havia as mesmas proporções destes nutrientes. Para preparar uma solução semelhante ao meio Conway foram utilizados 8 g do resíduo sólido em 100 mL de água destilada. Após a diluição do resíduo, o meio foi autoclavado a 120 ºC por 15 minutos.

Para o primeiro experimento, tanto no meio Conway quanto no meio de resíduo, foi adicionada uma solução de metais traços (Tabela 2) na sua formulação. Para 2 L de meio Conway adicionaram-se 2 mL da solução e para 100 mL do meio de resíduo foi adicionado 0,1 mL da solução. Os meios de cultura, Conway e o de resíduo sólido (com ou sem adição de metais traços), foram adicionados isoladamente ou nas proporções de cada tratamento na dosagem de 2,0 mL L-1 de cultivo, no início do ensaio com as microalgas. Foram calculadas a quantidade de nitrogênio e fósforo (mg por 2 mL) em cada tratamento para o meio Conway e o meio de resíduo e em seguida, encontradas as relações nitrogênio:fósforo para o meio Conway, para o meio de resíduo e para cada tratamento (Tabela 3).


Tabela 2. Composição da solução de metais traços para 10 mL de água destilada.

Metal traço

Quantidade (g)

ZnCl2

0,21

CoCl2.6H2O

0,20

CuSO4.5H2O

0,20

 

 

Tabela 3. Quantidade de nitrogênio e fósforo adicionada em cada tratamento e relação N:P

 

 

Tratamento

 

Concentração

R0C100

R25C75

R50C50

R75C25

R100C0

Conway

N (mg/2 mL)

32,94

24,70

16,47

8,23

0

P (mg/2 mL)

8,72

6,54

4,36

2,18

0

         Relação N:P

3,78

3,78

3,78

3,78

0,00

Resíduo

N (mg/2 mL)

0

1,5

3,0

4,5

6

P (mg/2 mL)

0

0,5

1,0

1,5

2

         Relação N:P

0

3,00

3,00

3,00

3,00

Relação N:P por tratamento

3,78

3,72

3,63

3,46

3

                    N = Nitrogênio; P = Fósforo

 


Cultivo da microalga

A microalga Navicula sp., obtida do banco de cepas do Laboratório de Produção de Alimento Vivo (LAPAVI) da Universidade Federal Rural de Pernambuco, foi cultivada em erlenmeyers com 1 L de água marinha (salinidade 30) em sistema semicontínuo, com fotoperíodo integral e intensidade luminosa de aproximadamente 2.000 lux, gerada por lâmpadas fluorescentes, com duração de 10 dias. Uma mangueira foi inserida em cada unidade experimental e conectada a um soprador (Boyu air-pump S-4000B, Raoping, China) gerando bolhas de ar para manter as células em suspensão. As unidades experimentais foram mantidas em uma sala à temperatura ambiente (aproximadamente 30 ºC).

Antes do início dos experimentos, a água do mar foi clorada com 0,020 ppm de hipoclorito de sódio durante 1,5 horas e, em seguida, desclorada com solução de tiossulfato de sódio 0,025 ppm (MAGNOTTI et al., 2016). Após esse processo, a água foi autoclavada a uma temperatura de 120 ºC por 15 minutos.

Para cada tratamento, o inóculo inicial foi de 5x104 cél. mL-1 de Navicula sp. Além do meio de cultura Conway e do meio de resíduo sólido, nas dosagens de cada tratamento também foram adicionadas soluções de silicato de sódio (2,0 mL L-1) e das vitaminas cianocobalamina e biotina (0,5 mL L-1) em todas as unidades experimentais.

Crescimento da microalga

Para avaliar o crescimento da microalga, realizaram-se contagens diárias, com o auxílio de câmara de Neubauer. As variáveis analisadas foram densidade celular máxima (DCM), tempo de duplicação (TD) e velocidade de crescimento (K). De acordo com a densidade celular diária média das três repetições foi obtida a curva de crescimento, através da equação descrita por STEIN (1973), em que a velocidade de crescimento (K) foi calculada através da fórmula:

K= (3,322/(T2-T1). (Log N2/N1)

Em que K = velocidade de crescimento (nº de divisões celulares.dia-1); 3,322 = fator de conversão do logaritmo base 2 a base 10; (T2-T1) = intervalo de tempo em dias; Log = logaritmo em base 10; N1 = densidade celular inicial; e N2 = densidade celular final. Para o tempo de duplicação, que representa o tempo gasto para a divisão celular, foi utilizada a fórmula:

TD = 1/K

em que TD = tempo de duplicação e K = velocidade de crescimento.

O pH e a temperatura foram medidos com o auxílio de equipamento multiparâmetro (YSI 100, Yellow Springs, Ohio, USA) no primeiro e último dia de cultivo.

Análise estatística

Foram realizados testes de normalidade (Shapiro-Wilk) e homogeneidade (Cochran) dos dados. Em seguida, os dados foram submetidos à Análise de Variância (ANOVA), com nível de significância P>0,05. Para os experimentos 1 e 2, posteriormente, utilizou-se a análise de variância (ANOVA) bifatorial para determinar o efeito da utilização do meio de resíduo em diferentes porcentagens e de metais traços e sua interação. Os dados foram analisados pelo programa estatístico ASSISTAT 7.7 (Assistat Analytical Software, Campina Grande, Paraíba, Brazil).

RESULTADOS

Caracterização do resíduo sólido

As análises realizadas no resíduo sólido, antes da secagem, mostraram que o mesmo apresenta 3,83 g L-1 de nitrogênio total; 1,25 g L-1 de fósforo total; e 0,32 g L-1 de enxofre.

pH e temperatura

Nos experimentos 1 e 2, o pH aumentou entre o início e o final do cultivo, entretanto seus valores entre tratamentos foram muito próximos e não houve diferenças significativas (p>0,05) no início e final de ambos os experimentos. Os valores de pH nos experimentos 1 e 2 estão sumarizados na Tabela 4.  

A temperatura também apresentou pequeno aumento entre o início e o final dos cultivos nos experimentos 1 e 2, mas não houve diferenças significativas entre os tratamentos (p>0,05) em ambos os experimentos. Os valores de temperatura nos experimentos 1 e 2 estão sumarizados na Tabela 5.


 

Tabela 4. Valores do pH inicial e final nos experimentos 1 e 2.

 

pH

 

Experimento 1

Experimento 2

Tratamento

Inicial

Final

Inicial

Final

R0C100

8,4 ± 0,13

8,7 ± 0,28

8,2 ± 0,01

8,6 ± 0,0

R25C75

8,6 ± 0,06

9,2 ± 0,08

8,3 ± 0,07

8,5 ± 0,14

R50C50

8,6 ± 0,11

9,1 ± 0,23

8,2 ± 0,01

8,6 ± 0,04

R75C25

8,5 ± 0,02

9,0 ± 0,07

8,2 ± 0,08

8,7 ± 0,0

R100C0

8,6 ± 0,16

9,3 ± 0,21

8,3 ± 0,06

8,5 ± 0,23

 

Tabela 5. Valores da temperatura inicial e final nos experimentos 1 e 2.

 

Temperatura (°C)

 

Experimento 1

Experimento 2

Tratamento

Inicial

Final

Inicial

Final

R0C100

29,2 ± 0,28

30,2 ± 0,07

29,1 ± 0,11

29,7 ± 0,06

R25C75

29,4 ± 0,13

32,3± 1,27

28,9 ± 0,04

29,4 ± 0,10

R50C50

29,3 ± 0,20

32 ± 0,85

29,0 ± 0,12

29,7 ± 0,13

R75C25

29,3 ± 0,17

31,9 ± 0,78

28,9 ± 0,30

29,5 ± 0,72

R100C0

29,2 ± 0,17

29,4± 0,14

29,1 ± 0,07

29,4 ± 0,49


 

 

Crescimento da microalga

No experimento 1, o valor máximo de densidade celular (DCM) foi encontrado no tratamento R50C50 e atingido no sétimo dia de cultivo; por outro lado, o tratamento R100C0 apresentou o menor valor de densidade celular máxima, registrado no sexto dia de cultivo. Os demais tratamentos alcançaram valores máximos de densidade celular intermediários aos valores citados anteriormente.

No experimento 2, a melhor DCM foi observada no tratamento R0C100 e foi alcançada no quarto dia de cultivo, e o R75C25 foi o tratamento que apresentou a menor DCM, registrada no terceiro dia de cultivo. Os demais tratamentos alcançaram valores máximos de densidade celular intermediários aos valores citados anteriormente.

Não foram observadas diferenças estatísticas significativas entre os valores de densidade celular máxima nos tratamentos (P>0,05) dos dois experimentos, provavelmente devido à variação de valores obtidos entre repetições. Entretanto pode-se constatar algumas diferenças nos valores médios obtidos. Os valores de densidade celular máxima estão sumarizados na Tabela 6.


 

Tabela 6. Valores da densidade celular máxima (DCM) nos experimentos 1 e 2.

 

DCM (cél.104 mL-1)

Tratamento

Experimento 1

Experimento 2

R0C100

320± 0,30

240,6± 0,33

R25C75

290± 0,70

176,8± 0,42

R50C50

487,5± 0,28

118,8± 0,60

R75C25

398,3± 0,40

29,8± 0,34

R100C0

285,1± 0,58

29,3± 0,45

 


Quanto à velocidade de crescimento (K) e ao tempo de duplicação (TD), no experimento 1, observou-se que o tratamento R0C100 apresentou a maior velocidade de crescimento (0,6 ± 0,08 divisão dia-1) e o menor tempo de duplicação (1,7 ± 0,21 dia), enquanto o tratamento R50C50 apresentou a menor velocidade de crescimento (0,4 ± 0,16 divisão dia-1) e o tratamento R25C75, o maior tempo de duplicação (3,2 ± 1,69 dias). A velocidade de crescimento e o tempo de duplicação não apresentaram diferença significativa entre os tratamentos (P>0,05).

No experimento 2, os tratamentos R0C100, R75C25, R50C50 e R25C75 apresentaram a mesma velocidade de crescimento (0,4 divisão dia-1), mas o menor tempo de duplicação (2,3 ± 0,20 dias) foi observado no tratamento R0C100. Por outro lado, a menor velocidade de crescimento (0,2 ± 0,06 divisão dia-1) e o maior tempo de duplicação (4,9 ± 1,21 dias) ocorreram no tratamento R100C0. Também não houve diferença significativa entre os tratamentos (P>0,05). Os valores da velocidade de crescimento e do tempo de duplicação no primeiro e segundo experimentos estão sumarizados na Tabela 7.


Tabela 7. Valores médios da velocidade de crescimento (K) e do tempo de duplicação (TD) nos experimentos 1 e 2.

 

Experimento 1

Experimento 2

Tratamento

K (div.dia-1)

TD (dia)

K (div.dia-1)

TD (dia)

R0C100

0,6 ± 0,08

1,7 ± 0,21

0,4 ± 0,04

2,3 ± 0,20

R25C75

0,5 ± 0,10

3,2 ± 1,69

0,4 ± 0,10

3,4 ± 1,56

R50C50

0,4 ± 0,16

2,5 ± 0,79

0,4 ± 0,10

2,6 ± 0,63

R75C25

0,5 ± 0,04

1,9 ± 0,13

0,4 ± 0,13

3,0 ± 1,20

R100C0

0,5 ± 0,06

1,8 ± 0,19

0,2 ± 0,06

4,9 ± 1,21


Efeito da utilização do meio de resíduo e dos metais traços no crescimento da microalga

Foi observado efeito significativo (P<0,05) para a utilização de metais traços (Tabela 8), evidenciando que os metais traços favoreceram o crescimento da microalga. Por outro lado, a utilização do meio de resíduo nas proporções testadas não resultou em diferença significativa entre os tratamentos em ambos os experimentos.


 

Tabela 8. Efeito da utilização do meio de resíduo e de metais traços sobre o crescimento da microalga Navicula sp. durante o período experimental de 10 dias.

 

Tratamento

DCM

 (cél. 104 mL-1)

K

(div dia-1)

TD

 (dia)

R

M

RxM

Com metais traços

R0C100

403,3 ± 0,30aB

0,6 ± 0,1aB

1,7 ± 0,21aB

ns

**

ns

R25C75

398 ± 0,70aB

0,5 ± 0,0aB

1,9 ± 0,13aB

ns

**

ns

R50C50

547 ± 0,32aB

0,4 ± 0,2aB

2,5 ± 0,62aB

ns

**

ns

R75C25

148,3 ± 0,56aB

0,4 ± 0,1aB

2,4 ± 0,71aB

ns

**

ns

R100C0

229,7 ± 0,48aB

0,5 ± 0,1aB

1,8 ± 0,17aB

ns

**

ns

Sem metais traços

R0C100

258,3 ± 0,43ab

0,4 ± 0,0ab

2,3 ± 0,20ab

ns

**

ns

R25C75

58,1 ± 0,25ab

0,4 ± 0,1ab

3,0 ± 0,46ab

ns

**

ns

R50C50

148,3 ± 0,54ab

0,4 ± 0,0ab

2,6 ± 0,62ab

ns

**

ns

R75C25

229,7 ± 0,32ab

0,4 ± 0,0ab

3,4 ± 0,45ab

ns

**

ns

R100C0

29,3 ± 0,37ab

0,2 ± 0,0ab

4,9 ± 0,21ab

ns

**

ns

Os dados correspondem à média de três réplicas ± desvio padrão; Os valores médios em mesma coluna com letras diferentes sobrescritas diferem significativamente (P<0,05); R = meio de resíduo sólido; M = metais traços; RxM = meio de resíduo e metais traços, e interação integrada; ns = não significativo (P>0,05); P<0,05; Os resultados de parcelas subdivididas em dois sentidos: análise de variância e teste de Tukey; DCM = densidade celular máxima; K = velocidade de crescimento; TD = tempo de duplicação.

 


DISCUSSÃO

A quantidade de nitrogênio total encontrada no resíduo sólido (3,83 g L-1) foi menor do que aquela presente no meio Conway (16,47 g L-1), mas, mesmo com essa deficiência, o meio de resíduo mostrou-se satisfatório no desenvolvimento celular da espécie estudada. O nitrogênio é um dos principais elementos do metabolismo nos ecossistemas aquáticos, porque participa da formação de proteínas, sendo componente importante no desenvolvimento das microalgas. Pode ser encontrado na forma inorgânica (nitrato, nitrito e amônio) e na forma orgânica (ureia, aminoácidos livres e peptídeos) (PADISÁK, 2004).

Assim como o nitrogênio total, a quantidade de fósforo encontrada no resíduo sólido (1,25 g L-1) foi menor do que a quantidade presente no meio Conway (4,36 g L-1). O fósforo também desempenha importante papel nos processos metabólicos celulares, representando cerca de 1% do peso seco celular, e participa da formação de componentes estruturais e funcionais necessários para o desenvolvimento e crescimento das microalgas (GOLDMAN e GRAHAM, 1981). O enxofre, quando associado ao fósforo e ao nitrogênio, torna-se vital às células vegetais, porque participa da constituição de alguns aminoácidos essenciais (cistina e metionina), vitaminas e sulfolipídeos (BECKER, 1995). Sendo assim, é possível diminuir os custos da produção de Navicula sp. utilizando o meio de cultura com resíduo sólido, visto que o mesmo possui em sua composição os principais nutrientes (nitrogênio, fósforo e enxofre) necessários ao desenvolvimento celular da espécie.

A utilização do resíduo sólido proveniente do sistema de cultivo de camarões em biofloco não causou modificação do pH no meio de cultivo, pois os valores do pH em ambos os experimentos ficaram dentro da faixa recomendada e não influenciaram os tratamentos estudados. Segundo VALIENTE e LEGANES (1989), o valor ideal de pH para que ocorra a realização do processo da fotossíntese situa-se entre 7,5 e 10, com limites mínimos entre 6,5 e 7,0 e máximos entre 9,5 e 10.

Segundo LEE et al. (2006), o aumento do pH é um indicador do consumo de carbono inorgânico pelo crescimento celular. Em culturas de microalgas, a variação de pH ocorre devido à solubilização e consumo de dióxido de carbono, degradação de metabólitos produzidos e consumo de substratos (GRIMA, 1999). O pH é um fator importante nos cultivos de microalgas, pois valores elevados podem modificar a permeabilidade da membrana celular, afetando o transporte iônico intra e extracelular e o equilíbrio químico do meio de cultura (BOYD, 1995; VINATEA, 2010).

Quanto à temperatura, também não houve alterações significativas durante o estudo, e seus valores ficaram dentro da faixa adequada para o cultivo da microalga Navicula sp. Segundo JHA (1977), a alga N. cuspidata apresentou melhor crescimento quando cultivada em temperaturas variando de 25 a 39 ºC. Segundo BORGHETTI (2009), a temperatura é um fator que afeta diretamente o crescimento das microalgas porque age diretamente na estrutura de componentes celulares como proteínas e lipídeos. A maioria das espécies de microalgas sobrevive em uma ampla faixa de temperaturas, mas o aumento da síntese orgânica só ocorre na faixa ótima de crescimento, que apresenta variações de acordo com a espécie (OSHE et al., 2007; GRESSLER, 2011).

Em relação ao crescimento da microalga, a densidade celular máxima não apresentou diferença significativa entre os tratamentos em ambos os experimentos, diferentemente do observado por SILVA (2014), que, ao cultivar a alga Scenesdesmus em esgoto sanitário biodigerido nas concentrações de 10, 15 e 25% e com inóculo inicial de 202x104 cél mL-1, observou após 21 dias de cultivo que o tratamento com 25% de esgoto apresentou uma densidade celular máxima de 1.573x104 cél mL-1, valor este, superior ao registrado no tratamento controle (meio CHU modificado).

VENDRUSCULO (2009), trabalhando com resíduos biodigeridos de aves e suínos no cultivo da Scenesdesmus quadricauda, também observou números de células maiores que no controle (meio CHU). Os valores máximos de densidade celular foram 103x104 cel.mL-1 no meio CHU; 106x104 cel.mL-1 no meio com efluente suíno e 133x104 cel.mL-1 no meio com efluente de aves.

Comparando os valores dos parâmetros de crescimento da microalga nos experimentos 1 e 2, observou-se que houve diferença significativa entre os experimentos, indicando que a ausência de metais traços retarda o  crescimento celular da espécie estudada. CHEN et al. (2011) realizaram um estudo em que testaram a influência de alguns nutrientes no cultivo da microalga Dunalliela tertiolecta, a partir da carência de algum desses elementos na nutrição da microalga. Foram estudados vários grupos, cada um deles sem algum elemento, como cobalto, fósforo, ferro, molibdênio, manganês, entre outros. Ao final do cultivo foi observado que o fosfato e os metais traços como ferro, molibdênio, cobalto e manganês são fundamentais para o bom crescimento da alga no cultivo.

CONCLUSÕES

Conclui-se que a utilização do meio de cultura com resíduo sólido proveniente de um cultivo de camarões em sistema de biofloco, nas proporções de 25 a 100%, em substituição ao meio Conway, é satisfatória para o desenvolvimento da microalga Navicula sp. Entretanto, a adição de metais ao meio de cultura melhora o desenvolvimento celular da microalga.

AGRADECIMENTOS

Agradecemos o apoio financeiro fornecido pelo Conselho Nacional de Aperfeiçoamento de Pessoal do Ensino Superior (CAPES) e a Financiadora de Estudos e Projetos (FINEP).

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